NUCLÉIQUES ACIDES

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Molécules constitutives des nucléotides

Molécules constitutives des nucléotides
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Nucléosides et nucléotides dérivés de l'adénine

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Polynucléotide

Polynucléotide
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ARN de transfert : structure en feuille de trèfle

ARN de transfert : structure en feuille de trèfle
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Découverts en 1868 par le biologiste suisse Friedrich Mischer dans les noyaux cellulaires, d'où leur nom (du latin nucleus, noyau), mais également présents dans le cytoplasme, les acides nucléiques sont des molécules d'origine naturelle qui jouent un rôle fondamental dans la vie et la reproduction des cellules animales, végétales et microbiennes.

Tels qu'on peut les isoler des tissus animaux ou végétaux, ces acides se présentent sous forme de molécules polymériques, dont la masse moléculaire est comprise entre 25 000 et plusieurs centaines de millions. En effet, de même que les protéines sont formées par l'enchaînement de nombreux aminoacides et les polysaccharides par l'enchaînement de nombreuses molécules de sucres, les acides nucléiques sont constitués par l'enchaînement de nombreux motifs relativement simples, dissociables par hydrolyse ; chacun d'eux comporte une base azotée (purique ou pyrimidique), un sucre à cinq atomes de carbone ou pentose (ribose ou désoxyribose) et un acide phosphorique : ce sont donc des esters phosphoriques complexes que l'on nomme nucléotides. La structure du pentose est à l'origine de la classification des acides nucléiques naturels en deux catégories fondamentales : d'une part, les acides ribonucléiques (ARN) contenant comme pentose le ribose ; d'autre part, les acides désoxyribonucléiques (ADN) contenant comme pentose le désoxyribose (tabl. 1).

L'histoire des acides nucléiques commença par des travaux sur la structure de leurs constituants moléculaires, puis elle évolua rapidement vers des travaux de génétique fondamentale qui mirent en évidence la fonction de continuité génétique qu'exercent les acides désoxyribonucléiques (et même les acides ribonucléiques chez certains virus). En effet, la séquence de leurs nucléotides définit le code génétique (patrimoine héréditaire) de chaque individu. Les progrès remarquables des connaissances sur la structure et le rôle des acides nucléiques ont donné naissance à la biologie moléculaire, qui a pour but de rationaliser les données de la biologie descriptive classique en étudiant les processus de vie et de reproduction cellulaires au niveau des interactions entre molécules biologiques essentielles : acides nucléiques et protéines.

Nomenclature

Nucléotides

Les bases azotées, dites nucléobases, qui entrent dans la constitution des nucléotides sont des bases organiques complexes dérivant de deux noyaux fondamentaux, la pyrimidine et la purine (tabl. 1). Le plus simple de ces deux noyaux, la pyrimidine, comporte deux atomes d'azote et quatre atomes de carbone, le tout formant un hétérocycle de six atomes. Le noyau de la purine est un hétérocycle comportant en tout neuf atomes : cinq de carbone et quatre d'azote. Les nucléobases puriques sont l'adénine et la guanine, les nucléobases pyrimidiques sont la cytosine, l'uracile (dans l'ARN) et la thymine (dans l'ADN).

Molécules constitutives des nucléotides

dessin : Molécules constitutives des nucléotides

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Tableau des molécules constitutives des nucléotides. 

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Les nucléosides sont des osides résultant de l'union d'une nucléobase avec un sucre à cinq atomes de carbone (pentose), qui est soit le ribose, ou β-D-ribofuranose, soit le désoxyribose ou β-D-2-désoxyribofuranose (tabl. 1). Les nucléosides sont donc, selon le cas, des β-D-ribofuranosides ou des β-D-2-désoxyribofuranosides.

Nucléosides et nucléotides dérivés de l'adénine

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Nucléosides et nucléotides dérivés de l'adénine. 

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Les nucléotides résultent de la phosphorylation des nucléosides. Dans le cas des mononucléotides qui existent à l'état libre dans les cellules vivantes, où leur rôle biochimique est fondamental, la position du groupement phosphoryle sur le sucre définit, pour une même base et pour un même sucre, deux nucléotides isomères différents dans le cas du désoxyribose, selon que le groupement phosphoryle est fixé en C-3′ ou en C-5′ et trois nucléotides isomères dans le cas du ribose selon que le groupement phosphoryle est fixé en C-2′, C-3′ ou C-5′.

Dans la figure 1 se trouvent indiquées les structures des principaux nucléotides que l'on peut obtenir par phosphorylation de l'adénosine ; les mêmes types de combinaisons sont possibles à partir de tous les autres nucléosides.

Polynucléotides

Les polynucléotides sont des macromolécules constituées par l'enchaînement de plusieurs nucléotides reliés entre eux par une liaison 3′, 5′-phosphodiester : un seul groupement phosphoryle réunit les deux nucléotides contigus en estérifiant d'une part l'hydroxyle en position C-3′ du nucléotide n et d'autre part le groupement hydroxyle en position C-5′ du nucléotide n + 1. Ce type de liaison est le même en série désoxyribonucléique et en série ribonucléique (fig. 2).

Polynucléotide

dessin : Polynucléotide

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Représentation schématique d'un polynucléotide. B représente une base azotée ou nucléobase (purine ou pyrimidine), S un sucre à 5 atomes de carbone ou pentose et P une molécule d'acide phosphorique, assurant la liaison entre deux nucléotides consécutifs, sous forme de liaison... 

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Le polynucléotide est par conséquent un polymère, constitué par une chaîne plus ou moins longue de monomères, les nucléotides. Or ces derniers sont de quatre sortes, si bien que leur enchaînement réalise une séquence dans laquelle l'ordre de succession des bases donne une identité particulière à chaque polynucléotide.

Les acides désoxyribonucléiques

Les acides désoxyribonucléiques sont des polynucléotides constitués par l'enchaînement d'un grand nombre de mononucléotides du type :

La base est soit de l'adénine, soit de la guanine, soit de la cytosine, soit de la thymine. On extrait facilement un ADN de haute masse moléculaire à partir du thymus de veau. La masse moléculaire de l'ADN isolé à partir de nombreuses sources, animales ou végétales, telles que thymus, germe de blé, bactéries, bactériophage, varie entre 1 million et plusieurs centaines de millions.

Les acides ribonucléiques

Les acides ribonucléiques sont constitués par l'enchaînement d'un grand nombre de nucléotides du type :

On trouve les mêmes bases que dans les ADN, à cette différence près que l'uracile remplace la thymine. Selon leur masse moléculaire et selon la fonction qu'ils assument, on distingue quatre classes principales d'acides ribonucléiques :

– Les mi-ARN et les si-RNA sont de petits ARN régulateurs (cf. biologie - Les pratiques interventionnelles).

– Les acides ribonucléiques de transfert (ARN-t) sont des enchaînements de quatre-vingts nucléotides environ ; ils doivent leur nom au fait qu'ils servent à transporter les acides aminés activés au cours de la synthèse des protéines. La structure primaire de plusieurs de ces molécules a été déterminée.

– Les acides ribonucléiques « messagers » (ARN-m) résultent de la transcription de l'ADN par des enzymes spécifiques, les transcriptases, et constituent le code génétique utilisé par les ribosomes pour la synthèse des protéines. La masse moléculaire des ARN messagers est variable selon la longueur de la protéine qu'ils ont à synthétiser.

– Divers acides ribonucléiques macromoléculaires jouent un rôle primordial : d'une part les ARN constitutifs des virus à ARN (virus de la mosaïque du tabac, de la grippe, de la poliomyélite, etc.) ; d'autre part, les ARN constitutifs des ribosomes, particules du cytoplasme cellulaire au niveau desquelles l'assemblage des aminoacides permet la biosynthèse des protéines.

Structure des acides nucléiques

Conformation et masse moléculaires des ARN

Les ARN messagers sont des molécules filamenteuses à chaîne simple, donc monocaténaires, plus ou moins longues et de stabilité souvent précaire.

Les ARN de transfert, dont on verra le rôle dans la dernière partie de cet article, sont constitués par l'enchaînement de quatre-vingts nucléotides environ, le tout ayant une masse moléculaire de l'ordre de 25 000. L'alanyl-ARN-t de levure représenté sur la figure 3 comporte soixante-dix-sept nucléotides et sa masse moléculaire est de 26 000.

ARN de transfert : structure en feuille de trèfle

dessin : ARN de transfert : structure en feuille de trèfle

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Alanyl-ARNt de levure. Cette structure représente la conformation primaire et secondaire d'un ARN de transfert selon le modèle dit en feuille de trèfle. Le résidu adénylique terminal (en haut) est lié à l'alanine par une liaison amino-acyl-adénylate. La boucle inférieure comporte... 

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Dès que cette séquence et celles d'autres ARN de transfert furent connues, on se rendit compte qu'il existait une possibilité d'appariement entre les bases (stabilisant la structure de la molécule) par l'intermédiaire de liaisons non covalentes entre A — U et G — C (mais à l'encontre de l'ADN, le couple A — U au lieu du couple A — T). Plusieurs modèles ont été proposés, mais il semble que le modèle « en feuille de trèfle » rende le mieux compte des résultats expérimentaux. Des modèles de structure à trois dimensions (structure tertiaire) ont été prévus.

D'autres ARN, à structure plus complexe que les ARN de transfert, c'est-à-dire par exemple l'ARN 5 S d'Escherichia coli, les ARN constitutifs des ribosomes, les ARN viraux, ont été également l'objet d'études assidues.

Les ARN à fonction régulatrice (micro-ARN, ARN interférant) ont été identifiés dès 1993 et en 2001 : leur utilisation par la biologie d’intervention (cf. biologie - Les pratiques interventionnelles) est en cours.

Conformation et masse moléculaires de l'ADN

L'ADN isolé à partir d'une source naturelle comme le thymus de veau se présente sous forme de fibres blanches et légères, comparables à première vue à de la cellulose. Sous forme de sel de sodium, l'ADN se dissout lentement dans l'eau pour former des solutions colloïdales extrêmement visqueuses.

Depuis le début de ce siècle, on sait que l'ADN contient quatre bases principales : adénine (A), cytosine (C), guanine (G) et thymine (T). Le dosage de ces bases par les anciennes méthodes fit croire à leur répartition équimoléculaire, d'où la célèbre théorie des tétranucléotides qui prévalut pendant longtemps et ne fut réfutée que vers les années 1948-1950 lorsque l'on sut doser avec plus de précision les purines et les pyrimidines. Ce fut l'application extensive de la chromatographie sur papier, notamment par E. Chargaff et ses élèves, qui permit de définir un véritable atlas de la constitution en nucléotides d'un grand nombre d'acides désoxyribonucléiques naturels.

La connaissance de la constitution en bases d'un ADN permet de déterminer la constitution globale de cet acide nucléique, puisque l'on sait par définition que chaque nucléotide comporte une base (à choisir parmi quatre), un pentose qui est toujours ici le désoxyribose et un groupement phosphoryle.

Une constatation fondamentale devait se faire jour progressivement : d'une part, l'égalité des proportions en adénine et thymine et en guanine et cytosine ; la constance du rapport (A + T)/(G + C) pour une même espèce animale, d'autre part. Cette constatation a pour corollaire immédiat que le rapport purines/pyrimidines est toujours égal à 1.

La nature de la liaison entre nucléotides fut longtemps controversée, mais, sur la foi d'études aux rayons X et d'études enzymatiques, on s'est arrêté finalement à la liaison 3′-5′ : comme on l'a déjà vu, le groupement phosphoryle établit un pont entre le groupement hydroxyle en position C-3′ d'un premier nucléotide et le groupement hydroxyle en position C-5′ d'un second nucléotide (fig. 2).

Compte tenu des relations AT-GC, de la liaison 3′-5′-phosphodiester et des clichés obtenus aux rayons X, J. D. Watson et F. H. C. Crick proposèrent en 1952-1953 un schéma général de la conformation spatiale de l'ADN ; ce schéma, mettant en évidence le rôle génétique de cet acide nucléique, est à la base de la théorie de Watson et Crick ; il constitue l'un des plus grands événements scientifiques du xxe siècle (fig. 4 ; cf. macromolécules).

Structure bicaténaire de l'ADN

dessin : Structure bicaténaire de l'ADN

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La structure bicaténaire de l'ADN, selon le modèle de Watson et Crick, à gauche ; détails montrant successivement au centre l'antiparallélisme des chaînes, à droite la complémentarité des nucléobases. 

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On doit se représenter la molécule d'ADN sous forme de deux chaînes hélicoïdales enroulées autour d'un même axe et maintenues sous forme d'une structure à deux brins ou structure bicaténaire (du latin catena, « chaîne ») grâce à l'« appariement » des bases se faisant vis-à-vis sur l'une et l'autre chaîne (fig. 4) : les appariements sont toujours adénine-thymine (deux liaisons non covalentes ou liaisons hydrogène) et guanine-cytosine (trois liaisons non covalentes).

Cette structure qui réunit deux chaînes réciproquement complémentaires à l'égard de leurs séquences nucléotidiques est compatible avec la réplication de la molécule d'ADN (cf. infra).

On voit sur la figure 4b que les deux chaînes ont une polarité opposée : ce sont des chaînes antiparallèles ; de telle sorte que les extrémités 3′ et 5′ sont inversement placées dans chacun des deux brins. La complémentarité séquentielle et l'antiparallélisme des deux chaînes expriment le fait que leur structure est réciproquement codée (fig. 4c).

Pour mesurer la masse moléculaire des ADN, diverses méthodes ont été expérimentées avec plus ou moins de succès : diffusion, diffraction de la lumière, viscosité, sédimentation. En principe, la méthode qui offre la plus grande sécurité est celle qui consiste à mesurer effectivement la longueur de molécules entières sur un cliché pris au microscope électronique (fig. 5). Connaissant d'une part l'agrandissement et sachant d'autre part que l'unité de masse moléculaire par unité de longueur pour la chaîne de l'ADN est 1,92 × 106 par nanomètre, la masse moléculaire totale peut aisément être établie par un calcul simple, sachant que l'écart entre deux nucléotides consécutifs est de 0,34 nm (cf. fig. 4a). L'ultracentrifugation, effectuée sur des molécules natives, permet aussi d'obtenir d'assez bons résultats, et confirme ainsi les données précédentes.

On sait actuellement que la masse moléculaire de l'ADN monocaténaire du bactériophage ΦX-174 est de 1,6 × 106, ce qui est une très petite masse moléculaire pour un ADN contenant toute l'information nécessaire à la réplication d'un micro-organisme entier. En effet, l'ADN du virus de la vaccine comporte 240 000 paires de nucléotides, il a une masse moléculaire de 157 × 106. Quant à l'ADN d'un micro-organisme très connu comme E. coli, il comporte 3 400 000 paires de bases représentant une masse moléculaire de 2,3 × 109.

Synthèse totale des acides nucléiques

Les principes fondamentaux des synthèses de nucléosides et nucléotides furent décrits par Todd et ses collaborateurs avec pour point culminant la synthèse totale de l'adénosine triphosphate, l'ATP, en 1948. La synthèse de dinucléotides, donc l'obtention contrôlée de la liaison internucléotidique 3′, 5′-phosphodiester devait suivre grâce aux efforts indépendants de l'école de Todd et de celle de Khorana au début des années cinquante. Le perfectionnement des techniques de synthèse des oligonucléotides, couplé avec l'utilisation des méthodes enzymatiques, principalement les ADN-ligases, devait aboutir en 1976 à la synthèse totale du gène de structure régissant la biosynthèse du tyrosyl-t-ARN et en 1981 à la synthèse totale du gène de l'interféron.

Si l'application des méthodes de synthèse de l'ADN nécessite une instrumentation et une habileté exceptionnelles, en revanche les principes fondamentaux qui les régissent sont relativement simples : dans un premier temps on effectue la synthèse chimique totale d'oligonucléotides pouvant comporter de dix à quinze chaînons, et, dans un second temps, on lie entre eux ces fragments, dans l'ordre obligatoire de la séquence recherchée, grâce aux ADN-ligases ; une enzyme bien connue comme l'ADN-polymérase-1 de E. coli est capable d'effectuer cette liaison.

Synthèse des oligonucléotides

Plusieurs méthodes ont été successivement décrites pour l'assemblage des nucléotides par la formation réussie de la liaison 3′, 5′-phosphodiester : la méthode phosphate diester ; la méthode phosphate triester ; la méthode phosphite triester.

Selon la méthode phosphite triester, on effectue la liaison 3′, 5′-phosphodiester en faisant réagir deux nucléosides convenablement protégés avec un dichloroalkyl-phosphite. Le dinucléoside monophosphite obtenu est oxydé par l'iode en solution aqueuse pour donner le dinucléoside monophosphate correspondant (fig. 6a). Dans la variante sur support solide, la première unité A de la chaîne est attachée à un matériel macroscopique tel que du polystyrène ou des billes de silice. La seconde unité B et tous les agents de condensation sont dissous dans un solvant approprié et mélangés avec le support solide (fig. 6b). La réaction de condensation se produit entre B et A sur le support solide et la chaîne se trouve étendue à S — A — B. À la fin de la période de réaction, le surplus des réactifs et les solvants sont éliminés par lavage. On renouvelle l'opération autant de fois que le nécessite l'élongation de la chaîne. Avec une telle méthode, il est impératif que les rendements soient aussi près que possible de 100 p. 100 à chacune des étapes, sinon le rendement final après dix ou quinze étapes chute de façon verticale : à titre d'exemple, si le rendement de condensation à chaque étape est de 90 p. 100, au bout de dix étapes le rendement final n'est que de 35 p. 100.

Cette méthode ayant été automatisée, de telle sorte que la synthèse d'oligonucléotides comportant jusqu'à quatorze unités nucléotidiques, elle est devenue un procédé de routine. La cadence est de l'ordre de 30 minutes par chaînon ; le système ne nécessite pas d'expérience préalable de la part de l'utilisateur ; il fonctionne jour et nuit sans avoir besoin de surveillance, jusqu'à l'achèvement du programme qui a été introduit au début de l'expérience.

Le même principe s'applique aussi à la synthèse de l'ARN.

Assemblage des oligonucléotides et obtention de gènes synthétiques

L'assemblage des oligonucléotides obtenus par synthèse chimique totale est réalisé par liaison enzymatique au moyen d'ADN-ligases. Dans un exemple tel que celui représenté par la figure 6c, on voit que deux icosanucléotides partiellement appariés forment un assemblage bicaténaire suffisamment rigide pour que l'on puisse y accrocher, grâce à une ADN-ligase, un oligonucléotide de la même longueur que les deux premiers et qui viendra lui-même s'apparier sur une partie de sa longueur. L'allongement progressif de la chaîne se fait donc par accrochage successif d'oligonucléotides synthétiques de séquence connue.

Synthèse totale d'ADN bicaténaire

diaporama : Synthèse totale d'ADN bicaténaire

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Synthèse totale d'ADN bicaténaire par la méthode phosphite triester. 

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L'une des performances les plus remarquables dans ce domaine est la synthèse totale du gène de l'interféron leucocytaire humain IFN-α-1 par Edge et ses collaborateurs (1981). L'interféron IFN-α-1 est une protéine comportant 166 résidus d'aminoacides. Ce gène, lorsqu'il est greffé à E. coli, programme la synthèse d'un interféron en tous points identique au produit naturel (De Maeyer et al., 1982). Il s'agit d'un fragment d'ADN bicaténaire comportant 514 paires de nucléotides. La synthèse a comporté la fabrication préliminaire de 66 oligonucléotides dont la dimension s'échelonne entre 14 et 21 résidus, plus un dodécanucléotide, le tout par des procédés en phase solide. La liaison de ces oligonucléotides fut obtenue au moyen de l'ADN-ligase du phage T 4.

Mais bien entendu, pour pouvoir reconstituer des molécules biologiquement actives, il est indispensable de connaître préalablement la séquence selon laquelle l'assemblage des nucléotides doit être réalisé : c'est cette analyse que nous exposerons maintenant.

Détermination des séquences et de la structure primaire de l'ADN

La détermination de la séquence complète des nucléotides constitutifs d'ADN macromoléculaires biologiquement actifs représente une des performances les plus remarquables de la biologie moléculaire. Un premier succès important fut remporté par Frederick Sanger et ses collaborateurs (1975) avec la détermination de la séquence complète des nucléotides constitutifs de l'ADN monocaténaire circulaire du phage ΦX-174, soit 5 375 nucléotides. Par la suite ces mêmes auteurs devaient perfectionner leur méthode par l'emploi d'inhibiteurs dits « terminateurs de chaînes » ce qui leur a permis de déterminer la séquence complète de l'ADN bicaténaire d'un organisme supérieur : il s'agit en fait du génome mitochondrial humain, soit 16 569 paires de bases (Anderson et al., 1981). Ces travaux considérables devaient valoir à Sanger l'attribution du prix Nobel de chimie, pour la seconde fois, en 1980.

Méthode de Sanger

Le principe de cette analyse est le suivant : dans un premier temps on coupe l'ADN à étudier en certains points grâce aux enzymes adéquates, les nucléases (tabl. 2), qui se caractérisent par leur remarquable spécificité d'action, notamment les endonucléases de restriction.

Nucléases

tableau : Nucléases

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Différents types de nucléases. 

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On obtient de cette façon un certain nombre de fragments dits oligonucléotidiques ; on sépare, et on purifie, ces fragments par électrophorèse sur gel de polyacrylamide. On détermine la séquence de chacun des fragments et on reconstitue la séquence originelle en juxtaposant tous les segments dûment identifiés.

La découverte de nucléotides substitutifs dits terminateurs de chaîne a permis de séquencer les fragments d'ADN avec une grande sûreté. À partir d'un fragment monocaténaire dit chaîne —, qui jouera le rôle de matrice, on induit la synthèse d'une chaîne complémentaire +, sous l'action de l'ADN-polymérase-1, mais on peut bloquer l'allongement (élongation) de cette chaîne + grâce aux terminateurs.

Le principe du fonctionnement des terminateurs de chaîne est illustré par l'exemple du 2′, 3′-didéoxythymidine-5′-triphosphate (ddTTP) sur l'ADN-polymérase-1 lorsque ce composé est incorporé dans la chaîne nucléotidique croissante au lieu et place de l'acide thymidylique. L'absence (fig. 7a) sur ce ddTT du groupement hydroxyle en position C-3′ stoppe l'élongation de la chaîne polynucléotidique à partir de l'endroit où normalement T aurait dû être incorporé (fig. 7b). Si l'on incube une amorce (un court fragment d'ADN nécessaire pour amorcer la réaction de synthèse) avec l'ADN-polymérase-1 et une matrice (ADN monocaténaire inconnu) avec un mélange de ddTTP, de TTP (thymidine triphosphate normal) et des trois autres nucléosides triphosphates normaux dont l'un est marqué avec 32 P, l'ADN-polymérase catalyse la formation d'une série de chaînes complémentaires de la matrice ; on obtient finalement un mélange de polynucléotides ayant tous la même séquence initiale et terminés par des groupements ddT à l'extrémité C-3′. Lorsque l'on fractionne ce mélange par électrophorèse sur gel de polyacrylamide (fig. 8), le diagramme de résolution fait apparaître une série de bandes indiquant la distribution de ddT.

Terminateurs de chaînes

diaporama : Terminateurs de chaînes

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Terminateurs de chaînes : structure par rapport à un nucléotide normal (a), principe de fonctionnement (b). 

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Oligonucléotides

diaporama : Oligonucléotides

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Oligonucléotides obtenus en copiant une séquence (chaîne –) au moyen de l'ADN polyménase I en présence de terminateurs de chaînes. Par utilisation des 4 terminateurs, on obtient dans cet exemple une gamme d'oligonucléotides qu'il faut ensuite séparer et identifier par électrophorèse sur... 

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En utilisant des terminateurs du même type pour les autres nucléotides dans des mélanges d'incubation séparés et en mettant les incubats en parallèle sur le gel d'électrophorèse, on obtient un diagramme de résolution dont on peut lire la séquence « comme dans un livre ».

On peut utiliser deux types de triphosphates terminateurs, les dérivés didésoxy et les arabinosides. Les ara-nucléoside-triphosphates fonctionnent comme des terminateurs de chaînes inhibiteurs de l'ADN-polymérase-1 de E. coli d'une façon comparable à ddTP bien que les chaînes se terminant par ara-C puissent être étendues par certaines ADN-polymérases de mammifères (cette propriété explique la valeur thérapeutique des arabinosides qui bloquent, par exemple, la réplication des ADN viraux en respectant la réplication des ADN des cellules hôtes : cf. thérapeutique - Chimiothérapie). Afin d'avoir une résolution suffisante des bandes permettant une lecture de séquences étendues, il est obligatoire que la proportion de triphosphate terminateur par rapport au triphosphate normal soit telle que l'on ait une incorporation partielle du terminateur.

Propriétés physico-chimiques

Utilisation des radiations dans l'analyse des acides nucléiques

Les acides nucléiques présentent en solution diluée un très intense spectre d'absorption en ultraviolet ; ce spectre est la résultante des spectres d'absorption individuels des purines et pyrimidines entrant dans leur constitution. Du point de vue quantitatif, il est intéressant car il permet de doser les acides nucléiques en solution pure (fig. 9).

Spectre d'absorption de l'acide guanylique

graphique : Spectre d'absorption de l'acide guanylique

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Spectre d'absorption en ultraviolet de l'acide guanylique. 

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Les méthodes utilisant la diffraction des rayons X fournissent des informations capitales en ce qui concerne la structure des molécules possédant un degré d'organisation élevé, ce qui est le cas des macromolécules d'intérêt biologique telles que les protéines cristallisées, les acides nucléiques macromoléculaires, les virus. Toutefois, la visualisation des structures à trois dimensions n'est pas directe et ne peut être obtenue que par une interprétation laborieuse des clichés photographiques de diffraction (cf. encadré : Découverte de la structure de l'ADN).

En revanche, la microscopie électronique permet une observation directe des macromolécules convenablement préparées ; bien qu'elle nécessite un appareil expérimental onéreux et des spécialistes hautement qualifiés, cette technique est cependant d'une interprétation beaucoup plus accessible.

Dans le cas des acides nucléiques, on doit d'abord isoler les molécules dans un état aussi voisin que possible de l'état natif pour éviter les fragmentations, puis les fixer par un ombrage métallique ; on obtient alors des clichés très intéressants, qui ont permis non seulement d'avoir une idée de la conformation des acides nucléiques macromoléculaires, mais encore de mesurer la dimension exacte des molécules (cf. fig. 5).

Fractionnement et analyse des ARN

dessin : Fractionnement et analyse des ARN

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Fractionnement et analyse des ARN. La figure du haut montre le résultat du fractionnement par centrifugation en gradient de saccharose, gradient linéaire de concentration entre 5 et 20 %. Le mélange d'ARN est déposé à la surface du gradient. En fin de la centrifugation, on obtient 3 bandes... 

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—  Michel PRIVAT DE GARILHE

Centrifugation

L'ADN peut être fractionné par centrifugation en gradient de chlorure de césium, CsCl. Le césium a un poids atomique très élevé : 133. Si l'on soumet une solution de chlorure de césium 8 M à centrifugation rapide pendant trois jours, on constate qu'il s'établit un gradient linéaire de concentration correspondant à un gradient de densité entre 1,55 g/cm3 au sommet du tube et 1,80 g/cm3 au fond du tube. On peut dissoudre un mélange d'ADN dans la solution de chlorure de césium et centrifuger. Après soixante-douze heures, les différents ADN formeront des bandes à différents niveaux. On dit que la densité apparente d'une molécule d'ADN est la densité de chlorure de césium au niveau duquel l'ADN sédimentera en fin de centrifugation à l'équilibre. La densité apparente d'un ADN est proportionnelle au pourcentage de G-C qui le compose. On peut ainsi séparer différents ADN. On a également utilisé cette méthode pour séparer un ADN préalablement marqué par des isotopes lourds (15N, 2H) du même ADN non marqué. Les ARN extraits d'une cellule peuvent être fractionnés par centrifugation dans un gradient de saccharose linéaire entre 5 et 20 p. 100. Ce gradient est préformé dans le tube à centrifuger et on dépose à la surface le mélange d'ARN en solution. Après dix-huit heures de centrifugation à 50 000 g, on retrouve (fig. 10) la plupart des ARN séparés (on les détecte en expulsant lentement le liquide du tube et en mesurant en continu la densité optique à 260 nm). Cette méthode peu résolutive permet de séparer les grands ARN ribosomaux et les ARN de transfert 4 S.

Électrophorèse

L'électrophorèse en gel de polyacrylamide permet de séparer les macromolécules en fonction de leur charge et de leur poids moléculaire. Les acides nucléiques sont des polyanions comprenant la même charge par nucléotide, la séparation se fera seulement en fonction de leur longueur (et dans une certaine mesure de leur conformation).

Nous avons vu l'application de cette méthode à la détermination de la séquence de l'ADN, sachant que la vitesse de migration électrophorétique de chaque fragment est inversement proportionnelle au logarithme de sa longueur.

La même méthode appliquée à un mélange d'ARN permet de séparer les ARN 28 S, 18 S, 5 S, 4 S ainsi que dans certains cas les ARN messagers, lorsque ceux-ci sont suffisamment abondants et de taille homogène (fig. 10 en bas).

Dénaturation de l'ADN. Hybrides moléculaires

Lorsque l'on chauffe une solution d'ADN, on constate que son absorption d'ultraviolet à 260 nanomètres augmente de 40 p. 100 à partir d'une certaine température, c'est l'effet hyperchromique. La température correspondant à la moitié de l'effet hyperchromique (fig. 10)est appelée température de fusion ou Tm. L'effet hyperchromique correspond à une rupture des liaisons hydrogène entre les deux chaînes d'ADN. La séparation entre les deux chaînes avec perte de la structure secondaire de l'ADN est appelée dénaturation thermique de l'ADN.

Température de fusion de l'ADN

diaporama : Température de fusion de l'ADN

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Température de fusion de l'ADN. Lorsqu'on chauffe une solution d'ADN, on observe à partir d'une certaine température une augmentation de 40 % de l'absorption d'U.V. à 260 nm. C'est l'effet hyperchromique qui correspond à la rupture des liaisons hydrogènes et la séparation des 2 chaînes.... 

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On peut par un traitement mécanique casser l'ADN en des fragments de longueurs plus ou moins homogènes. On chauffe le mélange au-dessus de la température de fusion, puis on refroidit progressivement. On constate alors que les chaînes complémentaires se réassocient en reformant des chaînes doubles brins. Cependant, si on étudie la cinétique de la réassociation, on constate que celle-ci se fait en trois phases (fig. 11) : une fraction des fragments d'ADN se réassocie très rapidement et on arrive à un palier, puis une autre fraction d'ADN se réassocie et enfin après un certain temps on assiste à une réassociation des dernières molécules d'ADN (fig. 12). Ainsi on met en évidence trois familles de fragments d'ADN en fonction de leur vitesse de réassociation. Quelle est la signification de ces trois familles ? On explique la grande vitesse de réassociation d'une partie de l'ADN par l'existence de séquences hautement répétitives, ce sont des séquences qui sont identiques à elles-mêmes et présentes en 10 5-10 6 exemplaires. Ces fragments sont localisés dans le centromère et les télomères des chromosomes ; leur signification est encore discutée. Les fragments qui se réassocient après une durée moyenne sont des séquences qui sont présentes dans l'ADN en 10 2-10 4 exemplaires. Ces séquences représentent : 1o des régions régulatrices de l'ADN, régions placées en voisinage des gènes et qui en contrôlent l'expression, nous y reviendrons ; 2o les régions codants pour les ARN ribosomaux et qui sont présentes en plusieurs centaines d'exemplaires ; 3o certains gènes, comme ceux qui codent pour des protéines nucléaires, les histones, sont présents en grand nombre. Cette classe de séquences est appelée moyennement répétitive. La troisième et dernière classe concerne les séquences présentes en un seul ou un petit nombre d'exemplaires. Ce sont des séquences codant pour la plupart des messagers donc des protéines. Ainsi la simple étude de la vitesse de réassociation de l'ADN dénaturé, qui est en fait la probabilité de rencontre de séquences complémentaires, permet de montrer l'existence dans la molécule d'ADN de régions dont les significations sont différentes.

Cinétique de réassociation des chaînes d'ADN

graphique : Cinétique de réassociation des chaînes d'ADN

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Cinétique de réassociation des chaînes d'ADN. L'ADN est fragmenté mécaniquement, chauffé au-delà de la température de fusion, puis refroidi. On mesure la vitesse de réassociation en fonction du temps. On a une courbe en trois paliers correspondant le premier aux fragments très... 

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Si l'on chauffe de l'ADN en présence d'ARN messager provenant d'un même type cellulaire et que l'on refroidit, on constate qu'il se produit une association entre l'ARN et l'ADN sur la séquence complémentaire à celle de l'ARN (U étant l'équivalent de T). La molécule formée est donc un hybride ADN-ARN. La formation d'hybrides moléculaires s'est révélée une méthode très utile pour résoudre un grand nombre de problèmes lorsque l'on est en possession d'un ARN messager ou d'une famille d'ARN messagers :

– démonstration de l'existence dans une cellule d'ADN capable de donner naissance à l'ARN messager étudié ;

– étude par mesure cinétique de l'abondance en ARN messagers d'une préparation d'ARN ;

– détermination du nombre de gènes codants pour un même ARN messager.

On peut par cette méthode suivre l'évolution d'un gène donné dans une cellule qui se modifie par différenciation, par cancérisation ou sous l'action de substances pharmacologiques.

Rôle de l'acide désoxyribonucléique

L'ADN est le support de l'information génétique

Le fait fondamental a été établi dès 1944 par Oswald Avery. Celui-ci a préparé de l'ADN à partir d'une souche sauvage de pneumocoques pourvus de capsule S et a ajouté cet ADN à une souche de pneumocoques R, dépourvus de capsule. Cette addition provoque la transformation de cellule R en S, avec formation de capsule, et cette transformation devient héréditaire. Il y a donc eu transfert d'information génétique par l'ADN. Cependant cette expérience rencontra un grand scepticisme. Au cours des années 1950, on découvrit d'autres modes de transfert de l'information par l'ADN. Dans la transduction, le transfert d'un fragment d'ADN se fait par un bactériophage qui transmet à une bactérie un fragmentd'ADN provenant de la contamination par ce virus d'une bactérie précédente. Dans la conjugaison bactérienne une cellule d'E. coli mâle peut injecter son ADN à une bactérie femelle : c'est un phénomène de parasexualité. Il en résulte un transfert d'information d'une bactérie à l'autre. Ce transfert étant lent, on peut, en l'arrêtant à différents moments, mettre en évidence un transfert de plusieurs caractères successivement, ce qui a permis de réaliser une cartographie génétique de l'ADN de E. coli. Cependant ces expériences ne concernent que les bactéries ; qu'en est-il des cellules animales ? On sait que l'infection d'une cellule par un virus dont l'ADN s'incorpore dans l'ADN cellulaire va modifier les caractères de la cellule infectée. Si le virus est oncogène, la cellule prendra les caractéristiques d'une cellule cancéreuse et transmettra ces caractéristiques à sa descendance.

On a réussi à transférer de l'ADN de cellules animales à d'autres cellules animales par différentes méthodes : micro-injection, incubation de la cellule réceptrice avec de l'ADN en présence de phosphate de calcium. On a ainsi provoqué la synthèse d'hémoglobine de lapin par des cellules de foie de souris, après injection d'ADN contenant le gène de l'hémoglobine de lapin à des cellules germinales de souris et, depuis ces premiers résultats, tout un champ d'investigation s'est constitué (génie génétique).

De telles réalisations ont permis de donner des arguments indiscutables sur le rôle de l'ADN. On a pu isoler des gènes (ou synthétiser des fragments d'ADN) contenant le code d'une protéine. Le fragment d'ADN a été combiné à de l'ADN de bactérie en formant une molécule composée d'ADN bactérien et d'ADN du gène animal. Cette molécule a été réinsérée dans une bactérie. Sous certaines conditions la bactérie a synthétisé la protéine animale correspondant à l'ADN qu'elle avait reçu. On a ainsi pu faire synthétiser par E. coli de l'insuline, de l'hormone de croissance (somatostatine) mettant fin ainsi à l'utilisation d'hormone extractive provenant de cadavres, de l'interféron humain (cf. supra, Assemblage des oligonucléotides et obtention de gènes synthétiques), protéines caractérisées chimiquement et aussi par leurs propriétés biologiques.

Le code génétique

Quelle est la nature de l'information génétique contenue dans l'ADN ? Le problème n'a été complètement résolu que pour les gènes codant pour les protéines. Cela signifie que l'on a montré comment la séquence des nucléotides de l'ADN contenu dans un gène pouvait déterminer la séquence des acides aminés contenus dans la protéine codée par le gène. C'est le problème du code génétique. Le problème a été d'abord étudié par F. Crick qui a montré que trois nucléotides successifs, formant un codon ou triplet, codaient pour un acide aminé. Il existe soixante-quatre combinaisons possibles de trois nucléotides de quatre types différents, ils correspondent aux vingt acides aminés des protéines. Cela signifie que plusieurs triplets codent pour un même acide aminé. En fait trois des triplets ne codent pas pour des acides aminés mais sont placés à la fin de chaîne partie codante des gènes pour signifier la fin de la protéine. On a établi la nature des triplets qui codent pour chacun des acides aminés (M. Nirenberg, 1961-1964). Le code est universel, ce qui signifie qu'il est le même pour tous les êtres vivants, de la bactérie à l'homme. Cependant l'ADN des mitochondries, qui code pour quelques protéines et ARN mitochondriaux, utilise un code légèrement différent de celui de l'ADN nucléaire et bactérien.

Organisation du génome

L'ADN est identique dans toutes les cellules d'un même organisme et cependant chacune des cellules ne synthétise pas l'ensemble des protéines synthétisées par l'ensemble de l'organisme. Par ailleurs toutes les protéines n'étant pas synthétisées en permanence, il existe des mécanismes de contrôle. Des séquences régulatrices ont d'abord été décrites en 1961 par Jacob et Monod chez E. coli : certaines régions de l'ADN contrôlent l'expression des gènes voisins en fixant l'enzyme responsable de la synthèse des ARN messagers. Beaucoup plus récemment des séquences régulatrices ont été mises en évidence dans les cellules animales. C'est ainsi que l'on a montré qu'à 30-50 nucléotides en amont de la partie 5′ d'un gène il y avait une séquence appelée « boîte TATA » qui contient cette séquence tétra-nucléotidique et qui est indispensable à l'expression du gène. Un peu plus loin du gène en 5′ se trouve la « boîte CAT », également indispensable. Ces séquences qui appartiennent au groupe des séquences moyennement répétitives sont donc situées en amont de la séquence codante des gènes mais sont indispensables pour que les ARN messagers correspondant à ces gènes soient synthétisés (cf. génétique).

Une autre particularité du génome, de découverte plus récente, est l'existence des gènes formés d'une succession de régions codantes ou exons et de régions non codantes ou introns. Le nombre d'introns et la longueur de ceux-ci varient d'un gène à l'autre mais du fait de leur existence le gène est beaucoup plus long que ne le laisserait prévoir la longueur de la protéine pour laquelle il code. Les introns existent dans la plupart des gènes animaux, et chez la levure. Ces introns vont apparaître dans l'ARN messager au moment de la synthèse de celui-ci, mais ils vont disparaître au cours de transformations qu'il subit dans le noyau. On a montré chez la levure que certains introns codaient pour des protéines qui jouent un rôle régulateur de l'expression du gène auquel ils appartiennent.

Autre type de régulation, ultérieurement découverte, la méthylation de l'ADN. On sait que dans l'ADN un certain nombre de cytosines étaient méthylées par une enzyme spécifique. On a montré que la méthylation de certaines cytosines provoquait l'arrêt de la synthèse d'ARN messager correspondant au gène auquel appartient la cytosine.

Rôle des acides ribonucléiques

Les ARN traduisent l'information génétique en protéines : ce sont donc les agents de l'expression génétique chez la plupart des êtres vivants. Toutefois il existe chez certains virus (rétrovirus) un génome constitué d'ARN : celui-ci joue donc lors de la réplication du virus dans une cellule-hôte le rôle de support de l'information génétique virale (cf. virus).

ARN messagers

Les ARN messagers ont copié, au niveau de chaque gène, une séquence d'ADN. Chaque molécule d'ARN messager se fixera sur un ribosome. Le ribosome va glisser le long du messager en donnant naissance à la chaîne protéique. Les codons sont lus (traduction) sur un site spécifique du ribosome (fig. 13). Un aminoacyl-ARN-t se combine par son anticodon au triplet du messager. Au fur et à mesure du glissement du ribosome, les différents aminoacyl-ARN-t viennent se fixer successivement sur les triplets d'ARN et les acides aminés se combinent les uns aux autres, permettant la formation de la protéine. La partie codante de l'ARN messager se termine toujours par un des trois codons « fin de synthèse ».

Synthèse des protéines sur les ribosomes

dessin : Synthèse des protéines sur les ribosomes

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Synthèse des protéines sur les ribosomes. Il y a sur le ribosome combiné à un ARN messager deux sites : un site peptidique P, qui comprend le début de la chaîne protéique déjà synthétisée, un site accepteur A, sur lequel se fixe un nouveau aminoacyl tARN. Un mécanisme complexe va fixer... 

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ARN de transfert

Chaque ARN de transfert se combine à un acide aminé grâce à une enzyme, l'aminoacyl-ARN-t synthétase. Il y a une spécificité stricte de chaque enzyme et de chaque ARN-t pour un acide aminé. L'anticodon des ARN-t permet à l'aminoacyl-ARN-t de se combiner au triplet caractéristique de l'acide aminé. Les ARN-t sont donc des intermédiaires obligatoires entre les acides aminés et l'ARN messager.

ARN ribosomaux

Ce sont les plus abondants des ARN. Ils interviennent dans la structure des ribosomes et jouent un rôle dans la fixation des ARN messagers.

Mini ARN

On qualifie ainsi de très petits ARN dont le rôle apparaît de plus en plus important dans les processus régulateurs de la machinerie biochimique des cellules (cf. biologie - Les pratiques interventionnelles).

Biosynthèse des acides nucléiques

Des enzymes catalysent la polymérisation des nucléotides en acides nucléiques. Les substrats de ces synthèses sont les nucléotides triphosphates, c'est-à-dire des dérivés des nucléotides comprenant trois phosphates successifs. Les deux derniers phosphates sont éliminés au moment de la polymérisation. Les nucléotides triphosphates précurseurs de l'ARN comprennent du ribose, les précurseurs de l'ADN ont du désoxyribose.

Biosynthèse de l'ADN

En 1958 Meselson et Stahl, en utilisant la centrifugation en gradient de chlorure de césium et en marquant les ADN en voie de biosynthèse par un isotope lourd, 15N, montrent que la synthèse de l'ADN ou réplication est un processus semi-conservatif. Avant la division de la cellule, les deux chaînes de l'ADN se séparent et chacune sert de matrice pour la synthèse de la chaîne complémentaire, si bien que l'on aboutit à la synthèse de deux molécules identiques d'ADN, chacune de ces molécules comprenant une des chaînes initiales. Ainsi s'explique la nécessité de cette structure en double chaîne de l'ADN et le fait que des cellules provenant de la division d'une même cellule ont des ADN identiques et identiques à celui de la cellule mère. La polymérisation des nucléotides est catalysée par une enzyme, l'ADN-polymérase, étudiée par A. Kornberg. Le premier temps de la réplication est catalysé par une enzyme de déroulement qui sépare les deux chaînes. Cependant l'ADN-polymérase ne fonctionne que dans une direction, de 5′ vers 3′, et nous avons vu que les deux chaînes étaient antiparallèles, donc la synthèse se fait dans des directions opposées. En fait la synthèse se fait par petits fragments d'ADN, (fig. 14) appelés fragments d'Okazaki, qui sont synthétisés de 5′ vers 3′. On a récemment montré qu'avant la synthèse de ces fragments, il se synthétise des petits fragments d'ARN qui serviront de point de départ pour la synthèse des fragments d'Okazaki. Dès que la synthèse de ces fragments s'achève, les fragments d'ARN sont détruits pour être remplacés par de l'ADN. Les fragments deviennent contigus, si bien qu'ils peuvent être joints grâce à un ADN-ligase qui assure la continuité de l'ADN.

Réplication de l'ADN

vidéo : Réplication de l'ADN

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Pour pouvoir se diviser, une cellule doit d'abord dupliquer son matériel génétique, l'ADN pendant la phase S du cycle cellulaire, qui dure de quelques minutes chez les cellules de l'embryon à quelques heures chez l'adulte.En 1953, James D. Watson et Francis Crick découvrent la structure en... 

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Biosynthèse de l'ADN

dessin : Biosynthèse de l'ADN

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Biosynthèse de l'ADN. Après séparation des deux chaînes grâce à des protéines de déroulement, on observe : la synthèse de nombreux petits fragments d'ARN par complémentarité avec l'ADN (a) ; la formation, sur ces amorces, des fragments d'ADN d'Okazaki (b) ; la destruction des ARN et... 

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La biosynthèse de l'ADNn'est pas limitée à l'entretien du cycle cellulaire tel que le décrit l'article noyau cellulaire. L'ADN peut subir des lésions, en particulier sous l'effet des radiations ultraviolettes, et des erreurs peuvent se produire au cours de sa synthèse. Il existe dans les cellules humaines un système de réparation dit SRM (système de réparation des mésappariements) qui sera étudié plus loin (cf. chap. 9, Lésions et réparations de l'ADN). Dans un premier temps la partie de la chaîne d'ADN anormale est excisée. Dans un second temps elle est remplacée par un fragment d'ADN normal. Ce système de réparation est déficient dans certaines maladies héréditaires. Ces malades sont très sensibles aux brûlures solaires et ils sont très fréquemment sujets à des cancers de la peau.

Une seconde modalité de la réparation d'abord découverte chez les bactéries (Mirosláv Radman) est nommé système SOS parce qu'il est utilisé comme producteur de diversité génétique lorsque les conditions de vie sont défavorables pour ces micro-organismes. En réparant « à peu près » l'ADN, il génère des mutations qui peuvent permettre une réadaptation aux conditions ambiantes.

Biosynthèse des ARN

La synthèse de l'ARN, ou transcription, se fait au contact de l'ADN par formation de la chaîne complémentaire d'une des deux chaînes de l'ADN. La réaction peut être réalisée in vitro en mettant dans le milieu l'enzyme appelée ARN-polymérase, les quatre nucléosides triphosphates et un peu d'ADN dont une chaîne sera copiée sous forme d'ARN. In vivo, la synthèse d'ARN est précédée du déroulement d'une petite région de l'ADN qui permet de séparer sur au moins la longueur du gène les deux chaînes de l'ADN. Un problème essentiel est le mécanisme qui permet la transcription du gène entier et non pas la copie d'une région quelconque de l'ADN ne correspondant pas à un gène entier. Chez les bactéries, on a montré qu'il existait dans l'ARN-polymérase une sous-unité, appelée σ, qui permet à l'enzyme de reconnaître une région appelée promoteur, adjacente au gène. Chez les animaux, le mécanisme de reconnaissance par l'enzyme de la partie de l'ADN correspondant au début du gène est moins bien connu. Il est clair que les boîtes TATA et CAT jouent un rôle dans cette identification.

Cependant les ARN ne sont pas synthétisés sous leur forme définitive, mais vont subir de nombreuses modifications (cf. génétique - Génétique moléculaire). Une des modifications majeures est l'élimination de la partie des ARN correspondant aux introns. En effet, l'ADN correspondant au gène est entièrement transcrit, y compris les parties qui ne seront pas traduites. Les parties de l'ARN correspondant aux introns seront éliminées par des enzymes qui sont capables de reconnaître les séquences nucléotidiques charnières et qui couperont ces séquences. Une autre enzyme combinera les uns aux autres les segments d'ARN correspondant aux exons. Ainsi aura été établie (après « épissage ») la continuité des régions codants d'ARN.

Les ARN messagers comprennent à leurs parties antérieures une région non codante qui servira à la liaison de l'ARN aux ribosomes. La partie codante commence par le triplet AUG, signal de début de traduction. À la fin de l'ARN se trouve de nouveau une partie non codante qui commence nécessairement par un des triplets fin de synthèse. À l'extrême fin de la plupart des ARN messagers se synthétise, dans le noyau, une séquence poly A, grâce à une enzyme, la poly A polymérase. Cette séquence intervient vraisemblablement dans le transfert des ARN dans le cytoplasme et dans leur stabilité.

Les ARN de transfert vont également subir des modifications. Après élimination de la partie correspondant aux introns va s'ajouter à la fin de la molécule une séquence C—C—A. C'est sur le A que se fixe l'acide aminé. De plus, de nombreux nucléotides vont subir des modifications : méthylations, réductions, etc.

Les ARN ribosomaux sont synthétisés en une seule molécule qui va subir des coupures successives qui vont libérer les trois ARN ribosomaux.

En fait les précurseurs des ARN messagers et ribosomaux ne sont jamais libres mais sont englobés dans des particules protéiques qui incluent les enzymes impliquées dans les transformations. En ce qui concerne les ARN ribosomaux, ces particules vont subir différentes transformations pour aboutir aux ribosomes définitifs.

Biosynthèse des ARN dans les virus à ARN

Comme nous l'avons vu, certains virus ont leur information génétique contenue dans une molécule monocaténaire d'ARN. La réplication de cet ARN se fait grâce à une enzyme, l'ARN-polymérase ARN dépendant, qui permet la synthèse de la chaîne complémentaire de l'ARN viral. Cette chaîne va à son tour servir de matrice pour la synthèse d'ARN complémentaire, donc identique à l'ARN viral. Ainsi le virus pourra-t-il se multiplier.

Dogme central

tableau : Dogme central

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Dogme central. L'information va d'un acide nucléique à un acide nucléique, d'un acide nucléique à une protéine, mais jamais d'une protéine à un acide nucléique. L'ADN est synthétisé soit sur matrice ADN en présence d'ADN-polymérase, soit sur matrice ARN, en présence de transcriptase... 

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Certains virus sont oncogènes, ce qui signifie que lorsqu'ils envahissent une cellule ils la transforment en cellule cancéreuse et cela de manière héréditaire. Pour les virus oncogènes à ADN, cette transformation ne peut s'effectuer que si le matériel génétique du virus s'intègre dans le matériel génétique de la cellule. En ce qui concerne ceux des virus à ARN qui sont oncogènes, une enzyme virale, la transcriptase réverse (rétrotranscriptase) va synthétiser une molécule d'ADN complémentaire de l'ARN viral, en prenant celui-ci comme matrice. Cet ADN s'insère dans l'ADN cellulaire et va s'exprimer. Il en résultera l'apparition de nouveaux caractères de la cellule, spécifiques de la transformation cancéreuse.

La transcriptase réverse est donc capable de catalyser la synthèse d'ADN en utilisant l'ARN comme matrice. On l'utilise actuellement dans les expériences de génie génétique pour synthétiser l'ADN correspondant à un ARN messager spécifique d'une protéine donnée. Cet ADN est inséré dans un ADN bactérien, l'ensemble est inclus dans une bactérie et l'ADN peut dans certaines conditions synthétiser l'ARN messager et la protéine codée par cet ADN. Remarquons que l'ADN synthétisé à partir de l'ARN messager se distingue de l'ADN du gène par l'absence d'introns.

—  Jacques KRUH

Lésions et réparations de l'ADN

Le matériel génétique des organismes vivants est exposé à des agents génotoxiques variés dont l'interaction directe ou indirecte (par l'intermédiaire de métabolites formés lors des réactions enzymatiques intracellulaires) avec l'ADN induit une importante gamme de lésions. Aussi l'état de l'ADN est-il contrôlé par des facteurs présents dans la cellule touchée, et, quand une lésion est repérée, des systèmes enzymatiques de réparation sont mobilisés afin d'éliminer les dommages et de restituer un ADN intact (réparation fidèle) ou incomplètement réparé (réparation source d'erreur).

En cas de réparation fidèle, il ne reste aucune trace de l'accident subi par l'ADN. Celui-ci reste donc le garant de la conformité au programme spécifique lors des reproductions cellulaires, impliquant – après réplication de l'ADN grâce à l'enzyme ADN-polymérase – le partage chromosomique qui caractérise la mitose, et assure la transmission d'un patrimoine génétique intact et identique d'une cellule mère à ses deux cellules filles. L'ADN reste aussi le support de l'information génétique que transcrit – au niveau des gènes en activité – la machinerie enzymatique dont l'acteur principal, l'ARN-polymérase, fabrique les ARN messagers indispensables à la synthèse des protéines cellulaires qui auront donc été codées par les gènes.

Par contre, s'il reste trace de la lésion subie par l'ADN, l'activité cellulaire peut être entravée ou déviée vers des modalités pathologiques se manifestant notamment par des anomalies du cycle cellulaire de mise en œuvre de l'information génétique, d'où l'importance cruciale du mécanisme de réparation. Celui-ci a en effet pour rôle de corriger ou de franchir la lésion, par coopération entre la machinerie réplicative (reproduction de l'ADN) et les systèmes enzymatiques réparateurs, lesquels fonctionnent de concert avec les systèmes de transcription de l'information génétique (formation d'ARN messager).

Les principales lésions de l'ADN

On notera d'abord que la molécule d'ADN peut être endommagée au niveau des bases puriques et pyrimidiques, support du code génétique. Ces bases peuvent être perdues ou désaminées, ou encore remplacées (changement tautomérique) par des substances analogues. Les bases peuvent aussi subir des réactions de méthylation ou d'éthylation par des agents alkylants (polluants de l'atmosphère, médicaments antitumoraux, etc.). Des produits d'addition sur les bases, produits extrêmement variés que l'on désigne par le terme d'adduits, résultent enfin de l'action nocive de nombreux agents génotoxiques tels que les hydrocarbures polycycliques contenus dans les produits de combustion (par exemple la fumée de cigarette).

La structure de la double hélice de l'ADN peut être perturbée par la formation de pontages intrabrin (entre deux bases adjacentes d'un même brin) ou interbrins (entre deux bases situées sur les brins homologues). Les ultraviolets germicides de 254 nanomètres (U.V.-C) provoquent la formation de ponts entre pyrimidines (ainsi devenues dimériques), alors que les antitumoraux bifonctionnels, tel le cisplatine, forment des ponts entre purines adjacentes. D'autre part, en s'intercalant entre deux étages ou plateaux des bases dans la double hélice de l'ADN, certaines molécules vont former des liaisons covalentes stables entre les bases portées par les brins opposés.

Les ruptures simple et double brin de l'ADN sont produites directement par des agents tels que les radiations ionisantes, et indirectement par l'action de radicaux libres. La destruction d'un désoxyribose entraîne une rupture des liaisons phosphodiesters au niveau du site lésé, donc une rupture du brin.

La diversité des lésions induites est illustrée par l'analyse des photoproduits stables détectés à la suite d'une irradiation par les U.V.-C. À côté des dimères de pyrimidines dus à la formation d'un noyau cyclobutanique, il se forme entre deux pyrimidines adjacentes des pyrimidines (6-4) pyrimidones ; la proportion relative des dimères de pyrimidine et de produit (6-4) est de 10 à 1. Leur efficacité respective dans l'effet léthal et dans l'effet mutagène des ultraviolets est également différente : les dimères ont un rôle cytotoxique plus important que les produits (6-4), alors que l'inverse est vrai pour l'effet mutagène. De même, les radiations ionisantes (rayons γ du cobalt 60 par exemple) produisent simultanément des ruptures simple ou double brin (approximativement dans un rapport de 9 à 1), de nombreux produits d'addition des bases, des pertes de bases et, aux fortes doses, des pontages entre ADN et protéines adjacentes (chromosomiques par exemple). On dénombre en moyenne une rupture de brin pour une base modifiée. Le rôle prédominant de la rupture double brin dans l'effet cytotoxique des radiations est accompagné d'un effet mutagène dû aux altérations des bases.

Les systèmes enzymatiques de réparation

Au cours des années 1960, des mutants sensibles aux agents génotoxiques ont été isolés à partir de la bactérie Escherichia coli et de la levure Saccharomyces cerevisiae. La caractérisation cellulaire et moléculaire des mutants, comparativement au type sauvage, a permis de préciser la notion de réparation de l'ADN lésé et de son contrôle génétique, puis de définir l'existence de voies métaboliques de réparation et d'en analyser les étapes. Quelques années plus tard se fait jour l'idée qu'il pouvait exister chez l'homme une relation entre un défaut génétique de réparation de l'ADN lésé et une prédisposition au cancer induit par un agent environnemental. C'est ainsi que les patients atteints d'une maladie génétique, le xeroderma pigmentosum (XP), sont affectés d'une photosensibilité extrême par suite de déficience de réparation de l'ADN des cellules malades (défaut d'excision des anomalies) ; ils développent en outre, avec une fréquence élevée, des cancers cutanés au niveau des zones tégumentaires ayant été exposées au soleil. Cette observation donna une grande impulsion à l'exploration des mécanismes reliant la réparation de l'ADN, la mutagenèse et la transformation maligne. Une corrélation deviendra évidente entre les activités mutagènes et cancérogènes de nombreux agents physiques et chimiques, et l'épidémiologie révélera l'importance de l'environnement dans l'incidence des cancers.

La réversion in situ de certaines lésions de l'ADN. Très spécifiques, ces systèmes mettent en œuvre une seule enzyme, qui élimine la lésion en une étape. C'est le cas de la photoréactivation qui intervient dans la réparation directe des dimères de pyrimidine par fixation de la photolyase (l'enzyme de réparation), activation de celle-ci par la lumière visible, coupure de la liaison cyclobutanique et restitution de la séquence d'ADN normal. Des mutants d'E. coli ou de levure, privés de photolyase, ne montrent pas, après irradiation par les U.V.-C, la restauration de la survie cellulaire ni la diminution de l'effet mutagène que devrait produire leur exposition à la lumière : la photoréactivation ne fonctionne donc plus.

De même, les bases puriques alkylées sont directement déméthylées in situ par des méthyltransférases spécifiques (la O6-méthyl-guanine sera déméthylée par la O6-méthyl-guanine-transférase). Ou encore, des ruptures simples brins radio-induites seront directement jointées par une ADN-ligase qui soude les extrémités 3′-OH et 5′-phosphate adjacentes des brins coupés.

La réparation par excision-resynthèse. Ce processus multiétape implique la reconnaissance du site lésé, l'incision du brin d'ADN porteur de la lésion, l'excision du fragment d'ADN portant la (les) base(s) lésée(s) et la dégradation plus ou moins étendue du brin d'ADN. Cela est suivi, comme dans une réplication, du remplissage par l'ADN-polymérase de la brèche ainsi créée en prenant le brin d'ADN complémentaire intact comme matrice et enfin de la ligation par l'ADN-ligase du fragment néosynthétisé. Ce système, absent dans les mutants uvr A, uvr B, uvr C d'E. coli, dans les mutants de type RAD 3 de la levure S. cerevisiae, dans les mutants ERCC de cellules de hamster chinois et dans les cellules dérivées de patients XP, est capable de réparer diverses lésions. Il est présent dans tous les organismes de type sauvage.

– La réparation par excision de bases modifiées par alkylation, désamination hydrolytique, oxydation ou de bases mésappariées (adénine ou thymine mésappariée avec une guanine) implique des glycosylases, spécifiques des différents types de modifications. Ces enzymes coupent la liaison N-glycosylique entre l'adduit et le squelette désoxyribose-phosphate du brin d'ADN. Le site abasique ainsi créé est ensuite incisé par une AP-endonucléase qui clive le lien désoxyribosique phosphodiester en 3′ ou en 5′ de ce site. Une exonucléase excise ensuite le désoxyribose, produisant une brèche qui sera comblée par une ADN-polymérase ; la continuité de la séquence d'ADN est assurée par une ADN-ligase.

– La réparation par excision de nucléotides (dimère de pyrimidine, pontage interbrin ou un nucléotide modifié par un adduit encombrant) débute par la reconnaissance de la lésion, puis par l'incision de la liaison phosphodiester, en amont et en aval de la lésion – autrement dit en 3′ et 5′ – et avec un écart de quelques nucléotides de distance de part et d'autre de celle-ci. Le fragment porteur du dommage est excisé, et la brèche ainsi formée est comblée et ligaturée par les mêmes étapes que lors de l'excision de bases. Il a été démontré dans les cellules de mammifères, puis confirmé chez la levure et la bactérie E. coli que la réparation par excision est couplée à la transcription, en ce sens que le brin où sont transcrits des gènes actifs est réparé en premier, puis les lésions sont éliminées du brin complémentaire, et enfin les autres régions, non actives, du génome sont réparées. Cette séquence d'événements, dite « réparation préférentielle », permet de lever l'inhibition de la synthèse d'ARN qui a été bloquée par la présence d'une lésion.

Chez l'homme, le défaut biochimique à la base du xeroderma pigmentosum concerne l'une des premières étapes du mécanisme d'excision de nucléotides. Sept groupes génétiques ont été identifiés, et la plupart de ces gènes ont été clonés. Le XP groupe A code pour une protéine d'association à l'ADN ; les gènes XP B et XP D contrôlent la synthèse d'ADN-hélicases, enzymes essentielles à la disjonction des brins d'ADN par coupure des ponts hydrogène qui permettra réplication et transcription ; XP C code pour une protéine hydrophile dont la fonction est mal définie, bien qu'il soit démontré que le produit du gène XP C est spécifiquement requis pour la réparation des régions inactives du génome (chez la levure, l'homologue de XP C, RAD 23, interagit avec le facteur de transcription TFIIH). Le gène XP G code pour une endonucléase spécifique de l'ADN simple brin qui clive l'ADN endommagé du côté 3′ de la lésion. D'autres gènes humains, capables de corriger le défaut d'excision chez des mutants U.V.-sensibles de levure, ont été clonés ; il s'agit des gènes ERCC 1 et ERCC 4. Leur fonction est mal connue ; il a été suggéré que certaines des protéines qu'ils codent seraient des éléments constitutifs de la chromatine humaine et faciliteraient les étapes précoces de reconnaissance de nucléotides modifiés.

– La réparation des mésappariements de bases permet l'excision de nucléotides non modifiés mais anormalement appariés. Ces mésappariements résultent d'erreurs introduites par l'ADN-polymérase lors de la réplication de l'ADN (1 erreur pour 107 nucléotides incorporés). L'étude de mutants d'E. coli doués d'une forte capacité à subir des mutations spontanées (phénotype « mutateur ») a permis d'analyser le processus de réparation des mésappariements. Celui-ci requiert une discrimination du brin nouvellement synthétisé (il est hypométhylé dans le cas d'E. coli). La protéine Mut S reconnaît l'ADN mésapparié et s'y fixe, la protéine Mut L stabilise le complexe et permet à une troisième protéine Mut H de cliver, par son activité endonucléasique, le brin d'ADN non méthylé. L'activité de l'hélicase ATP-dépendante Uvr D (ou Mut U) est requise pour l'étape d'excision par une des exonucléases simple brin. L'ADN-polymérase, puis une ligase comblent la brèche ainsi formée.

Une déficience de ce système de réparation des mésappariements est impliquée dans le cancer héréditaire du côlon dit hereditary non polyposis cancer colon (HNPCC). Les gènes humains homologues des gènes bactériens codant pour Mut S et Mut L ont été identifiés, et ils sont mutés dans 90 p. 100 des cas de HNPCC. Dans les tumeurs, la copie de l'allèle normal est mutée ou perdue, induisant une déficience complète de la réparation des mésappariements et une accumulation de mutations dans d'autres gènes. Il est à noter que, chez l'homme, au moins trois gènes codent pour des protéines homologues de Mut L bactériens (hMLH 1, hPMS 1 et hPMS 2) et au moins deux gènes codent pour des protéines homologues de Mut S (hMSH 2 et GTBP).

Les mécanismes de tolérance des lésions

Si les mécanismes de réparation fidèles sont saturés, certains dommages vont bloquer la progression de la réplication de l'ADN. Deux solutions sont appliquées par les ADN-polymérases qui assurent la réplication dans les cellules en cours de reproduction (mitose) :

– Elles insèrent au hasard une base quelconque en face de la lésion et la dépassent. Cela permet à la cellule de survivre, mais avec une probabilité élevée de comporter une mutation. Si celle-ci ne survient pas dans une région essentielle du génome, cette réparation source d'erreur sera sans conséquence. En revanche, si elle survient dans un gène essentiel (proto-oncogène, suppresseur de tumeur), la réparation infidèle se traduira par l'initiation de la transformation maligne des cellules touchées.

– Elles laissent une brèche et réinitient la réplication en amont de la lésion. La discontinuité ainsi créée est résolue par la mise en œuvre d'un système enzymatique de recombinaison. L'information génétique du brin intact est transférée vers le brin porteur de la brèche en face de la lésion. La molécule d'ADN néosynthétisée sert de matrice pour reconstituer le brin échangé. La lésion, encore présente à la suite de la mitose, sera éliminée ensuite par le système d'excision. Les cassures double brin d'ADN produites par les radiations ionisantes ou au cours de la réparation par excision de deux lésions très voisines portées par chacun des deux brins d'ADN seront de la même manière réparées par ce système de recombinaison. Chez la levure S. cerevisiae, huit gènes au moins sont impliqués dans la réparation par recombinaison. Les mutants RAD 50 à RAD 57 sont hypersensibles aux radiations ionisantes et sont défectifs dans la recombinaison.

Rôle de la protéine p53

La coordination des événements associés à la progression des cellules dans leur cycle de reproduction est essentielle pour la transmission d'un matériel génétique non endommagé. Le cycle cellulaire se décompose en quatre phases de durée différente : la phase G1, la plus longue, essentiellement transcriptionnelle, prépare la synthèse réplicative de l'ADN, qui a lieu en phase S et après la phase G2, au cours de laquelle sont mis en place les matériaux génétiques (notamment ADN dupliqué) et les facteurs réglant le partage mitotique, intervient la phase M de déroulement de la mitose. Des molécules assurent et coordonnent les transitions d'une phase du cycle à la suivante. Les kinases dépendantes des cyclines (CDK) sont des enzymes porteuses de l'activité catalytique (phosphorylation d'autres protéines), stimulée par les cyclines auxquelles elles s'associent. Leur quantité varie en fonction de la situation des cellules dans le cycle. Le produit du gène du rétinoblastome (Rb), suppresseur de tumeur, joue un rôle important dans le passage des points de contrôle : inactivé lorsqu'il est phosphorylé, il se dissocie des facteurs de transcription de la famille E2F et permet l'expression des gènes impliqués dans la réparation de l'ADN par excision de nucléotides. La protéine p53, autre suppresseur de tumeur, est également un relais moléculaire important dans le contrôle du cycle cellulaire. Les dommages produits dans l'ADN par les radiations ou par certains agents chimiques provoquent une accumulation de cette protéine dans le noyau de cellules de mammifères. Ce sont les ruptures de la molécule d'ADN qui stabilisent la protéine p53. Les patients atteints du syndrome héréditaire de Li-Fraumeni sont hétérozygotes pour le gène P53 (un allèle normal plus un allèle muté) ; ils ont un risque accru de développer un cancer. Chez la souris, la destruction de l'un ou des deux gènes P53 normaux entraîne une grande sensibilité à la tumorigenèse radio-induite, puis la mort précoce par cancer.

La protéine p53 est impliquée dans l'arrêt des cellules dans la phase G1 du cycle cellulaire et dans la transition de la phase G1 à la phase S, laissant ainsi aux systèmes de réparation le temps d'éliminer les lésions avant qu'elles ne soient fixées en mutation lors de la réplication. Les cellules dérivées de patients atteints d'ataxie-télangiectasie ne présentent pas cet arrêt en phase G1, caractéristique des cellules normales soumises à irradiation ionisante ; elles ne montrent pas l'augmentation radio-induite de l'activité de la protéine p53 et des produits des gènes contrôlés par celle-ci (GADD 45, MDM 2 et p21). Ainsi cette maladie génétique, caractérisée par une hypersensibilité aux radiations ionisantes, une prédisposition au cancer et des anomalies de recombinaison génétique, est-elle associée à des altérations du cycle cellulaire au niveau d'étapes contrôlées par la protéine p53, qui est le « gardien du génome ».

Pathologies réparationnelles

La fidélité de la réplication de l'ADN est de l'ordre de 10—10 erreur par base nucléique répliquée. Cette fidélité extraordinairement élevée est due à deux activités enzymatiques majeures. Les ADN-polymérases, qui répliquent l'ADN selon les règles d'appariement des bases de la double hélice, possèdent une « activité de relecture » permettant de tester, au moment de l'incorporation d'une base, l'exactitude de l'appariement. Cette fonction de contrôle enzymatique permet une fidélité de l'ordre de 10—6. Les erreurs qui ont subsisté, malgré l'efficacité de la relecture, peuvent être à nouveau détectées et réparées, afin d'aboutir à la fidélité finale de 10—10, grâce au dépistage des mésappariements après le passage des ADN-polymérases. Les enzymes impliquées dans cette réparation sont très conservées au cours de l'évolution et possèdent des homologues chez la bactérie, la levure et l'homme, comme on l'a vu plus haut.

La relation entre instabilité génétique des cellules tumorales et enzymes de réparation des mésappariements est apparue clairement lorsque les chercheurs ont montré l'existence d'une instabilité majeure des séquences répétitives de type microsatellite dans de nombreuses cellules tumorales. Les microsatellites, séquences plusieurs milliers de fois répétées dans les cellules humaines, sont constituées de la répétition d'un motif di-, tri- ou tétranucléotidique. Ces séquences, difficiles à répliquer du fait de leur structure, sont des points chauds d'erreurs effectuées par les ADN-polymérases qui « glissent » sur ces séquences et ajoutent ou éliminent une partie des motifs répétés. Ces erreurs sont normalement réparées par les enzymes de réparation des mésappariements. En l'absence de réparation, on observe l'accumulation d'erreurs que l'on peut mettre en évidence en mesurant la variation de la taille des microsatellites. C'est exactement ce qui a été démontré dans le cas des cellules tumorales des cancers héréditaires non polypeux du côlon, des HNPCC (hereditary non polyposis colorectal cancer, ou syndrome de Lynch). Cette observation a permis de montrer que ces cellules tumorales étaient déficientes dans les enzymes de réparation du fait d'une mutation germinale sur les gènes de réparation (hMSH 2 ou hMLH 1). Dans les familles où peut survenir cette maladie, une mutation sur un des allèles des gènes de réparation est transmise génétiquement. Mais il faut une seconde mutation sur l'autre allèle pour que les cellules deviennent tumorales. Cette prédisposition familiale amène ainsi la formation de tumeurs en majorité coliques, ainsi qu'une augmentation de la fréquence des cancers de l'endomètre, du tractus urinaire et de l'estomac.

Maladies liées à une instabilité chromosomique spontanée ou induite

Parmi les syndromes héréditaires liés à une instabilité chromosomique « spontanée », trois maladies ont été particulièrement bien analysées : syndrome de Bloom, anémie de Fanconi et ataxie-télangiectasie.

L'ataxie-télangiectasie (AT) est une maladie non liée au sexe, transmise de façon récessive, caractérisée par une sensibilité particulière aux radiations ionisantes. L'incidence est de l'ordre de 1 pour 40 000 naissances, et la fréquence des parents hétérozygotes de ces malades serait de l'ordre de 1 à 2 p. 100 dans la population générale. Ces malades développent des cancers (leucémies et lymphomes T, mais aussi des tumeurs solides) avant l'âge de vingt ans. On a estimé que ces anomalies génétiques liées au syndrome AT dans la population seraient responsables de 5 p. 100 de tous les cancers apparaissant avant l'âge de quarante-cinq ans. L'isolement en juillet 1995 du gène ATM, responsable de cette maladie, autorise un diagnostic génétique des individus à risque, et par conséquent un dépistage précoce de la cancérisation.

La sensibilité extraordinaire des patients aux radiations ionisantes et l'instabilité chromosomique ne sont pas reliées à un défaut spécifique de la réparation de leur ADN. Une des caractéristiques majeures des cellules AT irradiées est l'absence d'arrêt de la réplication de l'ADN malgré la présence de lésions sur la matrice à répliquer. Cette observation est à rapprocher de l'absence ou du retard d'induction de la protéine p53 dans certaines cellules AT après irradiation. Dans cette hypothèse, l'absence d'induction de la protéine p53, parce qu'elle empêche le blocage du cycle cellulaire en G1-S, permettrait à la cellule d'entrer en cycle malgré la présence de lésions sur l'ADN, ce qui conduirait alors à des remaniements génétiques importants.

Maladies liées à une hypersensibilité aux rayonnements ultraviolets

Plusieurs maladies graves, caractérisées par une hypersensibilité aux rayons ultraviolets solaires, sont dues à un défaut majeur dans les enzymes de réparation de l'ADN par excision de nucléotides.

Les malades atteints de xeroderma pigmentosum ont une photosensibilité extrême et sont caractérisés par une très forte incidence de cancers de la peau dus à l'exposition au soleil. Chez ces malades, une fréquence 4 000 fois supérieure à celle de la population normale est en effet observée pour les tumeurs cutanées qui apparaissent dès l'âge de quatre ou cinq ans. De 20 à 30 p. 100 des malades présentent des anomalies dégénératives neurologiques importantes. Les études récentes portant sur des lignées cellulaires isolées de ces malades hypersensibles aux rayons ultraviolets ont permis d'isoler six gènes humains de la réparation de l'ADN. L'absence de réparation de l'ADN se traduit par une fréquence de mutations très élevée dans les cellules de malades après traitement par des agents génotoxiques. La relation directe entre mutations produites par la présence de lésions non réparées et induction de cancers est attestée par l'existence, dans les tumeurs de ces malades, d'un taux élevé de mutation des oncogènes RAS et du gène P53.

Le syndrome de Cockayne (SC) et la trichothiodystrophie (TTD) sont deux autres maladies dans lesquelles une photosensibilité est associée à une anomalie de réparation de l'ADN par excision. Paradoxalement, dans le cas de ces deux maladies, ce défaut de réparation de l'ADN n'est pas associé à un taux de cancer anormal. Le SC associe photosensibilité, nanisme, anomalies de la rétine et du squelette, microcéphalie et dégénérescences neurologiques progressives. Sur le plan génétique, au moins cinq gènes sont impliqués, et le défaut biochimique se situe au niveau de la réparation des gènes activement transcrits. Cette voie de réparation, dite préférentielle, a pour rôle de lever l'inhibition de la synthèse d'ARN bloquée par les lésions touchant l'ADN. Le maintien d'une synthèse d'ARN à un niveau suffisant est vital pour la cellule qui a besoin, pour une activité cellulaire normale, de l'expression de ses gènes activement transcrits. On constate en effet que, dans toute cellule humaine normale traitée par un agent génotoxique, la réparation de l'ADN s'effectue rapidement sur le brin transcrit des gènes actifs, puis sur le brin complémentaire non transcrit, suivie quelques heures plus tard par une réparation généralisée de 95 p. 100 de l'ADN cellulaire non actif. Les cellules SC sont capables de réparer ces 95 p. 100 de l'ADN cellulaire non transcrit, mais ne peuvent pas réparer les brins qui portent des gènes actifs. Ce défaut se traduit par une incapacité de récupérer une synthèse d'ARN normale après irradiation et par une hypersensibilité cellulaire aux rayons ultraviolets. L'image inverse du syndrome de Cockayne est trouvée parmi les malades atteints de XP appartenant au groupe de complémentation C. En effet, les cellules XP C sont incapables de réparer l'ensemble de leur ADN génomique (défaut 90 p. 100), mais réparent parfaitement bien l'ADN des gènes transcrits. Cela se traduit par une survie cellulaire après irradiation ultraviolette supérieure à celle des cellules des malades XP appartenant à d'autres groupes de complémentation. Un très faible nombre de malades atteints de SC présente un tableau clinique remarquable, associant les symptômes typiques du syndrome de Cockayne et ceux de xeroderma pigmentosum. Ces malades sont génétiquement dispersés dans plusieurs groupes de complémentation XP (groupes B, D et G), ce qui indique que ces deux maladies dans leur état extrême peuvent être très liées et qu'éventuellement des défauts enzymatiques de réparation pourraient être communs à ces deux syndromes rares.

La trichothiodystrophie est cliniquement caractérisée par un faible taux d'acides aminés soufrés et des anomalies des phanères, en particulier des cheveux cassants et très fins. Parmi ces malades, environ 50 p. 100 sont photosensibles et leurs cellules ont un défaut de réparation de l'ADN. Environ 90 p. 100 des malades photosensibles sont génétiquement identiques aux malades atteints de XP D. Bien que le même gène ERCC 2 (ou XP D) soit muté dans ces deux maladies, les manifestations cliniques sont paradoxalement tout à fait différentes, puisque les malades atteints de TTD ne développent aucune tumeur de la peau, contrairement aux malades atteints de XP.

—  Ethel MOUSTACCHI, Alain SARASIN

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Écrit par :

  • : docteur en médecine, docteur ès sciences, professeur de biochimie à la faculté de médecine de Cochin-Port-Royal
  • : directeur de recherche de classe exceptionnelle au C.N.R.S., unité 1292 (génotoxicologie et réparation de l'ADN)
  • : ingénieur-docteur, docteur ès sciences, professeur au Conservatoire national des arts et métiers, ingénieur E.S.C.I.L.
  • : directeur de recherche au C.N.R.S., directeur de l'Institut de recherche sur le cancer, agrégé de l'Université

Classification

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Pour citer l’article

Jacques KRUH, Ethel MOUSTACCHI, Michel PRIVAT DE GARILHE, Alain SARASIN, « NUCLÉIQUES ACIDES », Encyclopædia Universalis [en ligne], consulté le 17 juin 2021. URL : https://www.universalis.fr/encyclopedie/acides-nucleiques/